Roteiros Práticos do Passado
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ABALO E TÉTANO - MÚSCULO ERGOGRAFIA
COLETA DE SANGUE DE RATO POR EXSANGUINAÇÃO
CONSUMO DE OXIGÊNIO EM ANIMAIS TERRESTRES
DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE AMÔNIA NA ÁGUA
FISIOLOGIA DO CORAÇÃO MIÔGENICO
FISIOLOGIA DO CORAÇÃO NEUROGÊNICO
REGULAÇÃO DA RESPIRAÇÃO NO CÃO
ESTUDO DO NERVO E DA PLACA MOTORA
PRESSÃO SANGÜÍNEA ARTERIAL NO CÃO
PROPIEDADES FUNCIONAIS DO CORAÇÃO
AÇÃO DA INSULINA EM CAMUNDONGOS
RÃ ESPINHAL E RÃ DESCEREBRADA ESTUDO DOS REFLEXOS
TRANSPORTE ATIVO EM TÚBULO RENAL
VENTILAÇÃO BRANQUIAL EM CRUSTÁCEOS
VENTILAÇÃO BRANQUIAL EM CRUSTÁCIOS
1. OBJETIVOS:
Este estudo objetiva determinar os efeitos da temperatura e das concentrações de oxigênio e gás carbônico na frequência de batimentos do escafognatito do caranguejo Chasmagnathus granulata.
2. MATERIAL:
A) Material biológico:
- Brachyura B) Equipamentos :
- Vidraria comum de laboratório,
- Tubo de oxigênio, -
Água do mar gelada ( 4oC ) e quente ( 40o C )
3. PROCEDIMENTOS:
- Abrir uma pequena janela na região frontal da caraça do animal e observar o escafognatito em funcionamento. Registrar o número de batimentos por minuto. Identificar também os poros inalantes e exalantes.
- Borbulhar CO2 na água soprando por mais ou menos 10 minutos através de uma pipeta e observar possíveis alterações na freqüência dos batimentos no escafognatito.
- Repetir as observações após borbulhar O2 na água e com duas temperaturas diferentes. Cuidado para não causar variações muito bruscas ou muito amplas de temperatura.
- Com base na bibliografia discuta os resultados incluindo uma definição geral de " Q10 " bem como no cálculo de Q10 para o experimento realizado.
RÃ ESPINHAL E RÃ DESCEREBRADA ESTUDO DOS REFLEXOS
INTRODUÇÃO:
Os sentidos somáticos são mecanismos nervosos que coletam informações sensoriais, a partir da estimulação de receptores especiais espalhados por todo o corpo do organismo. Quase todas as informações sensoriais dos segmentos somáticos se dirigem para a medula espinhal e atingem o tálamo e as regiões superiores do córtex cerebral. Algumas sensações podem ser percebidas a nível medular e nas regiões inferiores do cérebro.
OBJETIVOS:
Verificar os reflexos da rã com os hemisférios cerebrais, encéfalo e medula destruídos, comparando com os comportamentos emitidos pela rã íntegra. Identificar as leis de reflexo.
Equipamentos:
-Bacia
-Beckers pequenos
-Gase
-Haste metálica com gancho
-Material de dissecação
Material Biológico:
Rana catesbiana
Reagentes e Soluções:
Água destilada
Ácido Acético Glacial
Ácido Acético 2,0 %
Soluções para os estímulos químicos:
SOLUÇÕES | CONCENTRAÇÃO FINAL |
5 cm3 de solução a 2% + 45 cm3 de H2O | = 1 / 500. |
5 cm3 de solução a 2% + 40 cm3 de H2O | = 1 / 450. |
5 cm3 de solução a 2% + 35 cm3 de H2O | = 1 /400. |
5 cm3 de solução a 2% + 30 cm3 de H2O | = 1 / 350. |
5 cm3 de solução a 2% + 25 cm3 de H2O | = 1 / 300. |
5 cm3 de solução a 2% + 20 cm3 de H2O | = 1 / 250. |
5 cm3 de solução a 2% + 15 cm3 de H2O | = 1 / 200. |
5 cm3 de solução a 2% + 10 cm3 de H2O | = 1 / 150. |
5 cm3 de solução a 2% + 05 cm3 de H2O | = 1 / 100. |
PROCEDIMENTOS:
1 a Etapa:
Preparação do animal Os animais são previamente anestesiados com Éter de Petróleo, via aérea, em câmara fechada. O professor responsável pela prática realiza a preparação da rã descerebrada e da rã espinhal.
1- Rã descerebrada:
Seguindo uma linha imaginária tangente aos bordos anteriores das duas membranas timpânicas, pratica-se por meio de um bisturi uma incisão transversal na parte superior da cabeça. Pela fenda operatória introduz-se um estilete e destroem-se os hemisférios cerebrais. Abandona-se o animal durante algum tempo, para que se refaça o traumatismo.
2- Rã espinhal:
Com o mesmo animal faz-se uma incisão tomando como ponto de referência os bordos posteriores das manchas timpânicas. Pela ferida introduz-se um estilete e destrói-se cuidadosamente o encéfalo, deslocando alternativamente a agulha para um lado e outro, respeitando a medula espinhal.
2 a Etapa: Procedimentos Experimentais
1- Rã normal: Observar na rã íntegra a postura, equilíbrio, comportamentos sexuais, de fuga e frequência respiratória. Observar o nado do animal.
2- Rã descerebrada: Compara os comportamentos da rã íntegra com os da rã que teve seus hemisférios cerebrais destruídos.
Como está a frequência respiratória? Discuta o porquê.
Quais os comportamentos são mantidos e por que?
3- Rã espinhal: Faça as mesmas observações para a rã que teve o encéfalo destruído. Quais são as diferenças observadas e por que elas ocorrem?
3 a Etapa: Verificação da Leis dos Reflexos. Utilizar a rã espinhal. Enxugar o animal. Pendurar a rã na haste metálica pela região anterior. Estimular quimicamente uma das patas da rã utilizando solução de ácido acético a 2 % (da mais fraca para a mais forte). As soluções de ácido serão colocadas em pequenos beckers devidamente identificados.
Estimula-se apenas uma das patas. Os estímulos não deverão exceder 30 seg e deverão ser sempre aplicados na mesma pata. Retirar o ácido e observar o animal. Entre um estímulo e outro, o animal deverá ser lavado e enxugado. Embeber com ácido acético puro um pedaço de papel e colocar com pinça na parte dorsal ou ventral do animal.
Observar a reação reflexa.
Observar e conceituar as seguintes leis dos reflexos:
Lei da localização.
Lei da unilateralidade.
Lei da simetria.
Lei da irradiação.
Lei da generalização.
4 a Etapa:
Destruição da Medula Espinhal. Introduzir o estilete pela ferida existente no bordo posterior das manchas timpânicas e destruir a medula. Observar quais os comportamentos são emitidos.
CONCLUSÕES: Discutir os resultados e a importância dos vários reflexos observados.
VOCÊ PODE SOLICITAR A VÍDEO AULA.
TRANSPORTE ATIVO EM TÚBULO RENAL
1. OBJETIVOS:
Determinar a atividade de transporte através dos túbulos renais de peixes, utilizando solução corante e verificar o efeito do cianeto do potássio na difusão renal.
2. MATERIAIS:
A) Material biológico: - Espécime de peixes, preferencialmente marinho.
B) Reagentes e equipamentos:
- Solução fisiológica.
- Solução de vermelho fenol 2,5 mg/100ml solução fisiológica.
- Solução KCN 50 mg/100ml solução fisiológica.
- Microscópio.
- Material de dissecação.
- Vidraria comum de laboratório.
3. PROCEDIMENTOS:
- Mate o peixe seccionando a medula dorsal na altura da abertura opercular.
- Disseque os rins, situado na parte dorsal da cavidade corpórea e coloque-os em uma placa de Petry contendo solução fisiológica previamente arejada e resfriada.
- Com uma tesoura fina corte os rins em pedaços pequenos e, com o auxílio de uma pequena pinça e estilete pontiagudo ou bisturi, separe os pedaços até que os fragmentos tenham menos de 1 mm de diâmetro.
- Coloque na depressão de 3 lâminas escavadas as soluções abaixo indicadas e 2 ou 3 pequenos fragmentos de tubulos renais em cada uma:
1a. Lâmina: 4 gotas de solução fisiológica
2a. Lâmina: 4 gotas de solução de vermelho fenol
3a. Lâmina: 2 gotas de solução de KCN e 2 gotas de solução de vermelho fenol
- Examine os tecidos ao microscópio no início do experimento em 5, 10, 20, 30 e 60 minutos após o início do experimento. Registre as concentrações de corante nas células (se possível), na luz do ducto ou ambas com uma escala arbitrária desde "mínima" ( + ) até "máxima" ( ++++ ).
- Discuta os resultados e a ação do KCN. Se o trabalho estiver sendo feito com peixe marinho leve em consideração que este possui praticamente só túbulo proximal. No peixe de água doce apenas cerca de 10% do túbulo é proximal.
ATENÇÃO: NÃO PIPETE A SOLUÇÃO DE KCN . EVITE QUALQUER CONTATO DIRETO COM ESTA SUBSTÂNCIA.
ENZIMAS DIGESTIVAS
Objetivos:
Determinar a existência de proteases, lipase e amilase na saliva humana e no extrato de estilete cristalino de bivalve ou no suco digestivo de crustáceo.
Material biológico:
Mesodesma mactroides (ou outro bivalve); ou o caranguejo Neohelice granulata.
Material procedimental:
Água do mar filtrada | Solução de benedict |
Solução de amido a 1% | Bico de Bunsen |
Óleo de oliva | Material de dissecação |
Chapas veladas de filme fotográfico |
Vidraria comum de laboratório |
Solução fenolftaleína | Solução lipase pancreática |
Solução de NaOH 0,5 g/1000 ml H2O |
Solução tripsina |
Procedimentos:
A) Preparo de extratos.
• Estilete cristalino: Retire 4 estiletes cristalinos de bivalves e, após cortá-los em pequenos pedaços, macere-os em um gral resfriado com 1,0 ml de água do mar. Após macerado adicione mais 1ml de água do mar.
• Solução amilase: Após lavar bem a boca com água destilada cuspir em tubo de ensaio . Diluir na proporção de 3:1 com água destilada. • Retirar com o auxílio de uma seringa, introduzida entre as peças bucais de N. granulata, uma amostra do suco digestivo.
• Bile - utilizar bile de cão.
B) Teste de amilase.
Monte e rotule 3 tubos de ensaio com as seguintes substâncias:
•Tubo 1: 1 ml de solução de amido.
•Tubo 2: 1 ml da solução de amido mais 1 ml de amilase.
•Tubo 3: 1 ml de solução de amido mais 1 ml de extrato de estilete cristalino ou de suco digestivo de crustáceo.
Após uma hora verificar a presença de açúcar (neste caso maltose) com reativo de Benedict. Para tanto, colocar em um pequeno tubo de ensaio 2 gotas de substância ou mistura a ser testada , 8 gotas de água e 4 gotas de reativo de benedict. Aqueça por 10 minutos em banho-maria . A formação de um precipitado vermelho indica resultado positivo.
C) Teste de Lipase.
Monte e rotule 3 tubos de ensaio com as seguintes substâncias:
•Tubo 1 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 4 gotas de fenolftaleína
•Tubo2 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 1 ml de solução lipase pancreática mais 4 gotas de fenolftaleína.
•Tubo 3 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 1 ml de extrato de estilete cristalino/ ou suco digestivo de crustáceo, mais 4 gotas de fenolftleína. O pH das misturas deve ser básico, para tanto verifique se a fenolftaleína deu a solução uma coloração rósea. Atenção, pois a cor fica um tanto mascarada pelo verde da bile. Caso negativo adicione solução de NaOH, gota a gota, até que a mistura adquira uma tonalidade rósea. Verifique se o tom róseo se mantém após 1 ou 2 horas, resultado negativo indica a presença de lipase.
D) Teste de protease.
Goteje sobre a superfície gelatinosa de um filme fotográfico velado e seco algumas gotas das seguintes misturas:
- Solução de tripsina - Extrato de estilete cristalino ou suco digestivo de crustáceo
- Água do mar.
Coloque os filmes em uma placa de petry com papel de filtro umedecido e deixe numa estufa a 37oC por 1 ou 2 horas. Lave o filme se a gelatina tiver sido digerida, as partículas de prata do filme sairão e deixarão uma mancha clara.