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VENTILAÇÃO BRANQUIAL EM CRUSTÁCIOS

1. OBJETIVOS:

Este estudo objetiva determinar os efeitos da temperatura e das concentrações de oxigênio e gás carbônico na frequência de batimentos do escafognatito do caranguejo Chasmagnathus granulata.

2. MATERIAL:

A) Material biológico:

- Brachyura B) Equipamentos :

- Vidraria comum de laboratório,

- Tubo de oxigênio, -

Água do mar gelada ( 4oC ) e quente ( 40o C )

3. PROCEDIMENTOS:

- Abrir uma pequena janela na região frontal da caraça do animal e observar o escafognatito em funcionamento. Registrar o número de batimentos por minuto. Identificar também os poros inalantes e exalantes.

- Borbulhar CO2 na água soprando por mais ou menos 10 minutos através de uma pipeta e observar possíveis alterações na freqüência dos batimentos no escafognatito.

- Repetir as observações após borbulhar O2 na água e com duas temperaturas diferentes. Cuidado para não causar variações muito bruscas ou muito amplas de temperatura.

- Com base na bibliografia discuta os resultados incluindo uma definição geral de " Q10 " bem como no cálculo de Q10 para o experimento realizado.

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RÃ ESPINHAL E RÃ DESCEREBRADA ESTUDO DOS REFLEXOS

INTRODUÇÃO:

Os sentidos somáticos são mecanismos nervosos que coletam informações sensoriais, a partir da estimulação de receptores especiais espalhados por todo o corpo do organismo. Quase todas as informações sensoriais dos segmentos somáticos se dirigem para a medula espinhal e atingem o tálamo e as regiões superiores do córtex cerebral. Algumas sensações podem ser percebidas a nível medular e nas regiões inferiores do cérebro.

OBJETIVOS:

Verificar os reflexos da rã com os hemisférios cerebrais, encéfalo e medula destruídos, comparando com os comportamentos emitidos pela rã íntegra. Identificar as leis de reflexo.

Equipamentos:

-Bacia

-Beckers pequenos

-Gase

-Haste metálica com gancho

-Material de dissecação

Material Biológico:

Rana catesbiana

Reagentes e Soluções:

Água destilada

Ácido Acético Glacial

Ácido Acético 2,0 %

Soluções para os estímulos químicos:

SOLUÇÕES CONCENTRAÇÃO FINAL
5 cm3 de solução a 2% + 45 cm3 de H2O = 1 / 500.
5 cm3 de solução a 2% + 40 cm3 de H2O = 1 / 450.
5 cm3 de solução a 2% + 35 cm3 de H2O = 1 /400.
5 cm3 de solução a 2% + 30 cm3 de H2O = 1 / 350.
5 cm3 de solução a 2% + 25 cm3 de H2O = 1 / 300.
5 cm3 de solução a 2% + 20 cm3 de H2O = 1 / 250.
5 cm3 de solução a 2% + 15 cm3 de H2O = 1 / 200.
5 cm3 de solução a 2% + 10 cm3 de H2O = 1 / 150.
5 cm3 de solução a 2% + 05 cm3 de H2O = 1 / 100.

PROCEDIMENTOS:

1 a Etapa:

Preparação do animal Os animais são previamente anestesiados com Éter de Petróleo, via aérea, em câmara fechada. O professor responsável pela prática realiza a preparação da rã descerebrada e da rã espinhal.

1- Rã descerebrada:

Seguindo uma linha imaginária tangente aos bordos anteriores das duas membranas timpânicas, pratica-se por meio de um bisturi uma incisão transversal na parte superior da cabeça. Pela fenda operatória introduz-se um estilete e destroem-se os hemisférios cerebrais. Abandona-se o animal durante algum tempo, para que se refaça o traumatismo.

2- Rã espinhal:

Com o mesmo animal faz-se uma incisão tomando como ponto de referência os bordos posteriores das manchas timpânicas. Pela ferida introduz-se um estilete e destrói-se cuidadosamente o encéfalo, deslocando alternativamente a agulha para um lado e outro, respeitando a medula espinhal.

2 a Etapa: Procedimentos Experimentais

1- Rã normal: Observar na rã íntegra a postura, equilíbrio, comportamentos sexuais, de fuga e frequência respiratória. Observar o nado do animal.

2- Rã descerebrada: Compara os comportamentos da rã íntegra com os da rã que teve seus hemisférios cerebrais destruídos.

Como está a frequência respiratória? Discuta o porquê.

Quais os comportamentos são mantidos e por que?

3- Rã espinhal: Faça as mesmas observações para a rã que teve o encéfalo destruído. Quais são as diferenças observadas e por que elas ocorrem?

3 a Etapa: Verificação da Leis dos Reflexos. Utilizar a rã espinhal. Enxugar o animal. Pendurar a rã na haste metálica pela região anterior. Estimular quimicamente uma das patas da rã utilizando solução de ácido acético a 2 % (da mais fraca para a mais forte). As soluções de ácido serão colocadas em pequenos beckers devidamente identificados.

Estimula-se apenas uma das patas. Os estímulos não deverão exceder 30 seg e deverão ser sempre aplicados na mesma pata. Retirar o ácido e observar o animal. Entre um estímulo e outro, o animal deverá ser lavado e enxugado. Embeber com ácido acético puro um pedaço de papel e colocar com pinça na parte dorsal ou ventral do animal.

Observar a reação reflexa.

Observar e conceituar as seguintes leis dos reflexos:

Lei da localização.

Lei da unilateralidade.

Lei da simetria.

Lei da irradiação.

Lei da generalização.

4 a Etapa:

Destruição da Medula Espinhal. Introduzir o estilete pela ferida existente no bordo posterior das manchas timpânicas e destruir a medula. Observar quais os comportamentos são emitidos.

CONCLUSÕES: Discutir os resultados e a importância dos vários reflexos observados.

VOCÊ PODE SOLICITAR A VÍDEO AULA.

 

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TRANSPORTE ATIVO EM TÚBULO RENAL

1. OBJETIVOS:

Determinar a atividade de transporte através dos túbulos renais de peixes, utilizando solução corante e verificar o efeito do cianeto do potássio na difusão renal.

2. MATERIAIS:

A) Material biológico: - Espécime de peixes, preferencialmente marinho.

B) Reagentes e equipamentos:

- Solução fisiológica.

- Solução de vermelho fenol 2,5 mg/100ml solução fisiológica.

- Solução KCN 50 mg/100ml solução fisiológica.

- Microscópio.

- Material de dissecação.

- Vidraria comum de laboratório.

3. PROCEDIMENTOS:

- Mate o peixe seccionando a medula dorsal na altura da abertura opercular.

- Disseque os rins, situado na parte dorsal da cavidade corpórea e coloque-os em uma placa de Petry contendo solução fisiológica previamente arejada e resfriada.

- Com uma tesoura fina corte os rins em pedaços pequenos e, com o auxílio de uma pequena pinça e estilete pontiagudo ou bisturi, separe os pedaços até que os fragmentos tenham menos de 1 mm de diâmetro.

- Coloque na depressão de 3 lâminas escavadas as soluções abaixo indicadas e 2 ou 3 pequenos fragmentos de tubulos renais em cada uma:

1a. Lâmina: 4 gotas de solução fisiológica

2a. Lâmina: 4 gotas de solução de vermelho fenol

3a. Lâmina: 2 gotas de solução de KCN e 2 gotas de solução de vermelho fenol

- Examine os tecidos ao microscópio no início do experimento em 5, 10, 20, 30 e 60 minutos após o início do experimento. Registre as concentrações de corante nas células (se possível), na luz do ducto ou ambas com uma escala arbitrária desde "mínima" ( + ) até "máxima" ( ++++ ).

- Discuta os resultados e a ação do KCN. Se o trabalho estiver sendo feito com peixe marinho leve em consideração que este possui praticamente só túbulo proximal. No peixe de água doce apenas cerca de 10% do túbulo é proximal.

ATENÇÃO: NÃO PIPETE A SOLUÇÃO DE KCN . EVITE QUALQUER CONTATO DIRETO COM ESTA SUBSTÂNCIA.

 

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ENZIMAS DIGESTIVAS

Objetivos:

Determinar a existência de proteases, lipase e amilase na saliva humana e no extrato de estilete cristalino de bivalve ou no suco digestivo de crustáceo.

Material biológico:

Mesodesma mactroides (ou outro bivalve); ou o caranguejo Neohelice granulata.

Material procedimental:

Água do mar filtrada Solução de benedict
Solução de amido a 1% Bico de Bunsen
Óleo de oliva Material de dissecação

Chapas veladas de filme fotográfico

Vidraria comum de laboratório
Solução fenolftaleína Solução lipase pancreática

Solução de NaOH 0,5 g/1000 ml H2O

Solução tripsina

Procedimentos:

A) Preparo de extratos.

• Estilete cristalino: Retire 4 estiletes cristalinos de bivalves e, após cortá-los em pequenos pedaços, macere-os em um gral resfriado com 1,0 ml de água do mar. Após macerado adicione mais 1ml de água do mar.

• Solução amilase: Após lavar bem a boca com água destilada cuspir em tubo de ensaio . Diluir na proporção de 3:1 com água destilada. • Retirar com o auxílio de uma seringa, introduzida entre as peças bucais de N. granulata, uma amostra do suco digestivo.

• Bile - utilizar bile de cão.

B) Teste de amilase.

Monte e rotule 3 tubos de ensaio com as seguintes substâncias:

•Tubo 1: 1 ml de solução de amido.

•Tubo 2: 1 ml da solução de amido mais 1 ml de amilase.

•Tubo 3: 1 ml de solução de amido mais 1 ml de extrato de estilete cristalino ou de suco digestivo de crustáceo.

Após uma hora verificar a presença de açúcar (neste caso maltose) com reativo de Benedict. Para tanto, colocar em um pequeno tubo de ensaio 2 gotas de substância ou mistura a ser testada , 8 gotas de água e 4 gotas de reativo de benedict. Aqueça por 10 minutos em banho-maria . A formação de um precipitado vermelho indica resultado positivo.

C) Teste de Lipase.

Monte e rotule 3 tubos de ensaio com as seguintes substâncias:

•Tubo 1 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 4 gotas de fenolftaleína

•Tubo2 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 1 ml de solução lipase pancreática mais 4 gotas de fenolftaleína.

•Tubo 3 - 1 ml de óleo de oliva mais 2 gotas de bile, 1 ml de extrato de estilete cristalino/ ou suco digestivo de crustáceo, mais 4 gotas de fenolftleína. O pH das misturas deve ser básico, para tanto verifique se a fenolftaleína deu a solução uma coloração rósea. Atenção, pois a cor fica um tanto mascarada pelo verde da bile. Caso negativo adicione solução de NaOH, gota a gota, até que a mistura adquira uma tonalidade rósea. Verifique se o tom róseo se mantém após 1 ou 2 horas, resultado negativo indica a presença de lipase.

D) Teste de protease.

Goteje sobre a superfície gelatinosa de um filme fotográfico velado e seco algumas gotas das seguintes misturas:

- Solução de tripsina - Extrato de estilete cristalino ou suco digestivo de crustáceo

- Água do mar.

Coloque os filmes em uma placa de petry com papel de filtro umedecido e deixe numa estufa a 37oC por 1 ou 2 horas. Lave o filme se a gelatina tiver sido digerida, as partículas de prata do filme sairão e deixarão uma mancha clara.