Roteiros Práticos do Passado - MUVIe - Museu Virtual de Ensino de Ciências Fisiológicas

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DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE AMÔNIA NA ÁGUA

Introdução: O íon de amônia resulta da mineralização do nitrogênio. O nitrogênio ligado organicamente nos restos de comida e nos excrementos é transformado pelas bactérias que separam albumina, sendo libertado sob a forma de ions inorgânicos de amônio NH4+ e amoníaco NH3-. O amônio é muito perigoso na medida em que afeta severamente o processo respiratório. Penetra facilmente nas células, fazendo subir o pH e bloqueando as funções vitais.

Objetivos: Determinar a concentração total de amônia na água Na quantificação da amônia total, será utilizado um eletrodo de amônia.

O pH das amostras de água é aumentado, utilizando uma solução ISA (5 M de NaOH, 0,5 M de EDTA dissódico e 1% de indicador de pH). Os passos a serem seguidos são:

1.Fixar a leitura do aparelho à -10 mV, utilizando 50 ml de água, na qual foi adicionado 1 ml de solução ISA. A leitura deve ser realizada sob agitação constante, com o becker tapado.

2.Realizar a reta padrão, uma por cada salinidade ensaiada. A 50 ml da mesma água utilizada nos ensaios, adicionar distintas quantidades de soluções padrão de amônia, segundo o detalhado na tabela:

Concentração final	Quantidade de água	Quantidade de solução padrão	Quantidade de solução ISA
10 -5 M	50 ml	1 ml de uma solução de 10-3 M de amonia	1ml
10-4 M	50 ml	50 µl de uma solução 0,1 M de amônia	1ml
10-3 M	50 ml	0,5 ml de uma solução de 0,1 M de amônia	1ml
10-2 M	50 ml	5 ml de uma solução de 0,1 de amônia	1ml

3. A 50 ml de amostra de água utilizada nos ensaios com os animais, adicionar 1 ml de solução ISA e registrar a diferença de potencial (Em mV) IMPORTANTE: A solução ISA é extremamente cáustica. Manipular com cuidado e não despejar pela pia.

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CONSUMO DE OXIGÊNIO EM ANIMAIS TERRESTRES

Introdução: A produção de energia em um organismo depende de um aporte contínuo de oxigênio. A maneira e a velocidade de obtenção de oxigênio está limitada por características anatômicas e fisiológicas dos órgãos respiratórios e dos pigmentos transportadores. O consumo de oxigênio também está relacionado com a taxa metabólica que, por sua vez, está relacionada com a utilização das diferentes reservas energéticas do organismo, como o glicogênio e os triglicerídios. A partir desses fatos podemos relacionar o consumo de oxigênio e a taxa metabólica em diversos animais.

Objetivos: Avaliar o consumo de oxigênio e a taxa metabólica em diferentes grupos de animais.

Material biológico:	Material procedimental:
PARTE A – Brachyura de respiração aérea	- Absorvente de CO2
PARTE B – Pequena rã ou camundongo	- Respirômetro de Krogh (1-desenho do Euclydes)

Procedimentos:

1.Monte o respirômetro.

2.Deixe o animal adaptar-se ao frasco com o aparelho aberto. O animal deve ser colocado na câmara que contém o absorvente de CO2 e a seringa (câmara respiratória)

3.Fechar o aparelho

4.Marcar o nível do líquido no manômetro (2) e a posição do êmbolo na seringa

5.O CO2 expirado pelo animal e absorvido e o O2 consumido leva a uma diminuição do volume do frasco deslocando o líquido do manômetro em direção a câmara respiratória. Restabelece-se o nível do líquido equilibrando a pressão com a seringa, o que deve ser feito para a parte A, 20 minutos após o animal ter sido fechado na câmara e para a parte B 5 minutos após. A diferença de leitura na graduação da seringa indica o volume de oxigênio consumido no intervalo de tempo determinado. Fazer três leituras consecutivas.

6.É importante que o animal seja pesado após ser retirado da câmara respiratória. Calcule o consumo de oxigênio total por hora (ml 02/h) e o consumo por grama de peso do animal por hora (ml 02/g/h). Compare seus resultados com os demais grupos. Com base na bibliografia defina “metabolismo basal”, “metabolismo standart”, “metabolismo ativo” e “metabolismo de rotina”.

7.Não esqueça de registrar a temperatura.

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COLETA DE SANGUE DE RATO POR EXSANGUINAÇÃO

Objetivo: Obter sangue de ratos por exsanguinação, para ser utilizado em experimentos.

Cada rato adulto fornece aproximadamente 10 ml. As quantidades especificadas são para um total de 50 ml de sangue

Material biológico: 5 ratos adultos

Material procedimental:

solução de uretana em água destilada,100 mg/ml	Tesoura para pele
Balança para pesar ratos	5 conjuntos de seringa de vidro de 10 ml com agulha 25 X 8
seringa e agulha para injeção intraperitonial	1 ampola de heparina (Liquemine Roche), 0,25 ml=5000 U.I.
suporte para rato anestesiado	Solução Ringer ou NaCl 9 g/l
Algodão	1 béquer de aprox. 20 ml
Pinça com dentes para pele	proveta ou erlenmeyer de 50 ml

Procedimentos:

1.Preparar diluição da heparina: 1 ampola de Liquemine Roche (0,25 ml=5000 U.I.) em 10 ml de Ringer ou NaCl 9 g/l, dentro de um béquer pequeno.

Enxaguar com esta solução cada uma das seringas de vidro com agulha, deixando 1 ml em cada uma.

2.Pesar o rato e aplicar injeção intraperitonial de solução de uretana, na dose de 50 mg/100 g de peso (são 0,5 ml de solução para 100 g de peso).

O rato ficará anestesiado em menos de 5 min.

3.Colocar o rato no suporte.

4.Molhar com água os pelos do abdome. Abrir o abdome por uma incisão mediana, utilizando a pinça e a tesoura.

5.Afastar as vísceras abdominais para a direita do animal, expondo a gordura retroperitonial, atrás da qual se encontra a aorta.

6.Expor a aorta retirando a gordura retroperitonial com algodão seco.

7.Puncionar a aorta com a seringa dotada da agulha 25 X 8 e injetar a solução de heparina que nela foi colocada.

8.Extrair o sangue. Será obtido um volume de 10 ml, aproximadamente.

9.Retirar a agulha da seringa e colocar o sangue na proveta (ou erlenmeyer).

10. Lavar com água imediatamente a seringa e a agulha utilizadas.

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ABALO E TÉTANO - MÚSCULO ERGOGRAFIA

Objetivos: Determinar os efeitos de Abalo, Tétano e Fadiga no músculo de Rana sp.

Material biológico: Rã (Rana sp.)

Material procedimental:

Ringer (solução fisiológica para anfíbios ).	Estimulador
Quimógrafo e acessórios (1.1 e 1.2)	Miógrafo
Material cirúrgico	Eletrodos

1.1-Cilindro esfumaçado copy

Cilindro Esfumaçado

Procedimentos cirúrgicos:

1.Utiliza-se uma rã;

2.Imobilize – a;

3.Após imobilizado, faça uma incisão circular na pele do animal, ao redor da coxa e retire-a;

4.Lavar as mãos após a retirada da pele para não alterar a preparação;

5.Mediante incisão dorsal paralela coluna vertebral desde a extremidade final do urostilo, isole cuidadosamente o nervo ciático com o auxílio de bastões de vidro pontiagudos;

6.Amarre um fio de linha na sua porção mais cranial e seccione acima da ligadura;

7.Seccione a extremidade distal do tendão de Aquiles e isole o gastrocnêmio;

8.Mantenha a extremidade superior do músculo ligada a extremidade inferior do fêmur;

9.Corte o fêmur, retire a tíbia e coloque a preparação numa placa de petri com Ringer por alguns minutos;

10.Tocar dois pontos do nervo e do músculo com uma pinça de Galvani para verificar se a preparação foi corretamente executada;

11.Montar o gastrocnêmio fixando-o pelo fêmur a uma pinça femura;

12.Pelo tendão liga-lo a alavanca muscular;

13.Repousar o nervo sobre as extremidades do eletrodo estimulador tomando o cuidado de mantê-lo umedecido;

14.Colocar logo abaixo um sinal elétrico de Deprez para registrar no cilindro o momento em que for dado o estímulo.

Procedimentos experimentais: Colocar o quimógrafo em funcionamento e executar cada um dos seguintes experimentos:

a) Abalo. Estimular o nervo com estimulo supra-liminar simples e observar.

b) Tétano. Estimular o nervo com estimulo supra-liminar repetitivo e observar.

c) Fadiga. Manter a estimulação tetânica e verificar que o músculo, após certo tempo, para sua contração. No entanto, se estimularmos o músculo diretamente, não via nervo, ele o fará? Por quê?

1.2-Suporte do quimógrafo copy

Suporte do Quimógrafo

Retire o papel do cilindro e feixe - o com goma-laca. Não se esqueça de anotar no papel, antes de fixá-lo, o título de experimento, data, temperatura, intervalo de tempo e o seu nome. A intensidade com que o músculo foi estimulado, bem como a freqüência por ocasião do tétano, devem estar registrados em seu caderno.

Excitabilidade do nervo: Será realizada na outra pata galvanoscópica .

No interesse de utilizar a mesma preparação para os diversos estímulos, estes serão experimentados na ordem do que menos lesa ao mais lesivo, isto é, excitante elétrico, térmico, mecânico e químico.

a) Excitante elétrico - estimular com o estimulador Harvard. →Observar.

b) Excitante térmico - tocar o nervo da preparação com o estilete aquecido na sua porção mais distal. →Observar.

c) Excitante mecânico - já na preparação da pata, ficou evidenciada a ação mecânica de uma ligadura na extremidade superior do isquiático. →Observar.

d) Excitante químico - colocar NaCl em um vidro de relógio e colocar a extremidade livre do isquiático da pata galvanoscópica. →Observar.

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